Pszczoły coraz bardziej zagrożone wyginięciem - O najgroźniejszych wirusach pszczół

Zapewniają ciągłość wielu gatunkom roślin kwiatowych, same są pokarmem dla wielu zwierząt. Według Królewskiego Towarzystwa Geograficznego w Londynie są najważniejszym gatunkiem na Ziemi. Jednak od wielu lat coraz więcej z nich umiera, co spotyka się z dużym niepokojem naukowców.


Pszczoły coraz bardziej zagrożone wyginięciem - O najgroźniejszych wirusach pszczół

Pszczoły są bardzo miłymi owadami, często nawet ludzie z entomofobią uznają je za urocze i puchate. Nie wpisują się w archetyp owada jako oślizgłego, ciemnego zwierzęcia z dużą ilością patykowatych odnóży. Włoski na ciele pszczoły miodnej (Apis mellifera) to tak naprawdę utwory chitynowej kutykuli pokrywającej jej nabłonek jak u każdego owada. Mimo bardzo ciekawego wyglądu także te zwierzęta są często infekowane przez różne wirusy.

Pszczoła z warroą na tułowiu

Chyba największym wrogiem pszczół są roztocza zamieszkujące ule i żywiące się ciałem tłuszczowym oraz w mniejszym stopniu hemolimfą zapylaczek. Jednym z takich pasożytów jest bardzo istotny gospodarczo szkodnik Varroa destructor, który przenosi większość chorób wirusowych pszczół. Zacznijmy jednak od samej interakcji roztocz-pszczoła.

Trzy roztocza widoczne na grzbiecie robotnicy

Ciało tłuszczowe służy owadom do podobnych celów co kręgowcom wątroba i tkanka tłuszczowa: magazynuje substancje odżywcze i odpowiada za dużą część procesów metabolicznych, np. glikogenolizę, glikogenogenezę, syntezę białek na eksport czy powstawanie jaj. V. destructor w pierwszej kolejności żywi się właśnie tym organem, przez co przyczynia się do stosunkowo szybkiej śmierci błonkówek.
Przyczepiają się do robotnic i trutni po brzusznej stronie odwłoka w 60,58% przypadków. Ich cykl rozrodczy trwa 10 dni. Samice wchodzą do komórek plastra i składają jaja na czerwiu średnio 70 godzin po ich zajęciu. Larwy rozwijają się od 5,8 do 6,6 dnia, po czym stają się dorosłymi osobnikami. Z oczywistej przyczyny roztocza preferują komórki trutni, których dojrzewanie trwa około dwóch dni dłużej niż robotnic, co pozwala rozwinąć się większej liczbie Varroa. Jedna samica może spowodować upadek całego roju w ciągu jednego sezonu.
Roztocza te nie występują naturalnie na terenie Europy, Afryki ani Ameryk. Pierwotnie zamieszkiwały Azję Wschodnią, gdzie atakowały gniazda pszczół Apis cerana, które wyjątkowo sprawnie radzą sobie z usuwaniem pasożytów. Dodatkowo u tego gatunku Varroa infekuje tylko komórki trutni, a więc robotnice mają siłę do walki z nim dzięki nieuszkodzonemu ciału tłuszczowemu. Do Europy zawitał dopiero w okolicach roku 1970, a w USA pojawił się przed 1987.
Samo to, że roztocza uszkadzają ciało tłuszczowe pszczół znacznie osłabia te zapylaczki, ponieważ organ ten odpowiada między innymi za reakcję odpornościową. Jako, że tkanki pszczół są nacinane przez roztocza przed uformowaniem się solidnego pancerzyka, to później są one narażone na zwiększone wnikanie różnych czynników zewnętrznych do wnętrza ciała. Daje to okazję różnym patogennym drobnoustrojom do swobodnego namnażania się w organizmie stawonoga. Jedną z ważniejszych grup takich mikrobów są różne wirusy.

Należy do nich na przykład CBPV powodujący chroniczny paraliż pszczół. Posiada RNA o dodatniej polarności w pięciu częściach, z czego dwa fragmenty są długie i podejrzewa się, że kodują polimerazę RNA zależną od RNA (replikuje RNA zamiast transkrybować DNA) oraz białko kapsydu. Z analizy genomu wynika, że jest blisko spokrewniony z rodzinami Tombusviridae oraz Nodaviridae. Wiriony mają tendencję do neurotropii czyli zazwyczaj po rozstaniu się do organizmu gospodarza kierują się w stronę komórek nerwowych.

Replikacja z największym nasileniem zachodzi w ciałach grzybkowatych odpowiadających za pamięć, przetwarzanie informacji zmysłowych i uczenie oraz w ciele centralnym, którego zadaniem jest kontrola ruchu, zachowania, pobudzenia i orientacji ciała zwierzęcia. Skutkuje to utratą lub dużym upośledzeniem zdolności poznawczych, pamięci i koordynacji ruchów tych owadów. Namnaża się w cytoplazmie jak znakomita większość wirusów z RNA o dodatniej polarności.

Pszczoły zarażone CBPV, widoczne łyse odwłoki i tułowia

Główne objawy chronicznego paraliżu pszczół różnią się w zależności od przebiegu infekcji, dlatego dzielimy CPB na dwie grupy: typ I i typ II. W pierwszym można zaobserwować nabrzmiały tułów, drgania skrzydeł, a pszczoły wypełzają na zewnątrz ula bez zdolności do lotu. Drugi rodzaj charakteryzuje się utratą włosków na odwłoku, a chore owady nie tracą zdolności do lotu. Istnieje jeszcze typ trzeci, w którego przebiegu nie pojawiają się żadne istotne objawy, przez co trudno zdiagnozować chorą pszczołę, która może swobodnie przemieszczać się po ulu i zarażać inne osobniki. Niezależnie od rodzaju infekcji pszczoły umierają po około 5 dniach.

Pod koniec 2019 roku zespół naukowców prowadzony przez Kerstin Seitz i Katharinę Buczolich z Instytutu Wirusologii w Wiedniu skutecznie sklonował RNA dzikiego typu CBPV i inkubował go w pszczołach. Efektem tego eksperymentu są dwa laboratoryjne szczepy CBPV, które będą mogły być stosowane przez naukowców do badania molekularnych mechanizmów replikacji tego groźnego patogenu pszczół.

Objawy trzech najważniejszych chorób wirusowych pszczół, źródło: https://www.elizabethmurray.us/bee-viruses.html#

Kolejnym istotnym z punktu gospodarczego i ekologicznego wirusem jest BQCV  (black queen cell virus). Należy on do rzędu Picornavirales i rodziny Dicistroviridae. Jego wiriony składają się z 60 kopii białek VP1, VP2 i VP3. Zdarza się, że w niektórych cząstkach znajduje się białko VP4, ale nie jest ono istotne, jeśli chodzi o transmisję i replikację wirusa. Kapsyd jest standardowo ikozaedralny i osiąga wyjątkowo duże rozmiary jak na standardy Picornavirales - 32 nm kiedy średnia to 30 nm. Posiada liniowy, jednoniciowy RNA o dodatniej polarności z czapeczką na końcu 5’ i ogonem poliadenylowym (kilkudziesięcio-nukleotydowy ciąg nukleotydów adeninowych) na 3’. Wiriony wnikają do komórki po związaniu receptora błonowego dzięki klatrynie, która jest białkiem formującym pęcherzyki endocytarne. Endocytoza to proces, w wyniku którego cząstka z zewnątrz komórki jest pochłaniana przez pęcherzyk błonowy i transportowana do wewnątrz.

Wirion BQCV, źródło: RCSB PDB


Po dostaniu się do wnętrza komórki białko 5’VPg zaczyna syntezę wirusowego RNA i blokuje syntezę komórkowego. Pierwsza otwarta ramka odczytu koduje polimerazę RNA zależną od RNA, która następnie zwiększa wydajność replikacji. W wyniku replikacji powstaje RNA o ujemnej polarności, który zostaje użyty do syntezy większej ilości RNA o dodatniej polarności.

Zakażone pszczoły zachowują płodność, ale ich potomstwo nie dożywa dojrzałości. Larwy królowych po wejściu w stan poczwarki zaczynają żółknąć, a następnie czernieć, co kończy się ich śmiercią. BQCV działa letalnie jedynie na niedojrzałe osobniki, dorosłe pszczoły mogą być zainfekowane, ale nie mają żadnych objawów. Przypuszcza się, że infekcje tym wirusem mogą być związane z infekcją mikrosporidiami z rodzaju Nosema.

Dwa gatunki Nosema atakujące pszczoły, zdjęcie z SEM, źródło: http://windowbee.com/nosema-ceranae-pl-2/

Innym ważnym gospodarczo patogenem pszczół jest SBV (sacbrood virus), który roznosi się bezpośrednio między owadami. Należy do rodziny Iflaviridae oraz rodzaju Iflavirus, którego przedstawiciele posiadają bezotoczkowy, ikozaedralny kapsyd o średnicy do 30 nm. Genomy są liniowe i niesegmentowane, kwasem nukleinowym u tej grupy jest RNA o dodatniej polarności.

Choroba dotyka głównie czerw - ten czernieje, śmierć następuje niedługo przed przepoczwarzeniem. Zdeformowane larwy znajduje się w już zamkniętych komórkach plastra. Głowa często jest nieprawidłowo rozwinięta i ciemniejsza od reszty ciała, może pochylać się w stronę centrum komórki, a larwy po wyjęciu z plastra zachowują się jak worki z wodą.

Wirion SBV, model komputerowy, źródło: RCSB PDB
Pszczoła zainfekowana DWV, autor: Shawn Caza

Kolejny iflawirusem atakującym pszczoły jest DWV (deformed wing virus). Prawdopodobnie jest roznoszony przez roztocza Varroa. Są one dla niego swoistym inkubatorem i występują w jego tkankach z większym zagęszczeniem niż u pszczół. Istnieją teorie, że bytowanie DWV w organizmach roztoczy może zwiększać jego infekcyjność i liczbę potencjalnych gospodarzy. Wirus być może namnaża się w organizmach roztoczy, ale nie zostało to dowiedzione. Powoduje on deformacje skrzydeł oraz tułowiów dorosłych pszczół. Skrzydła zazwyczaj są skarłowaciałe, pogrubiałe a tułowie zaokrąglone. Dodatkowo często pojawia się paraliż odnóży oraz utrata barwy. Chore osobniki mają dramatycznie skrócony czas życia i są zwykle wyrzucane z roju. Przy nieobecności Varroa DWV roznosi się między pszczołami drogą ustną podczas przekazywania sobie przez nie pokarmu.

Wirion DWV, model komputerowy, źródło: RCSB PDB

Ostatnim i najsłabiej poznanym pszczelim wirusem jest IIV-6 (invertebrate iridescent virus 6), który należy do rodziny Iridoviridae w grupie I wirusów (wirusy dsDNA). Jest duży - w jego liniowym i niesegmentowanym genomie jest zakodowanych aż 468 białek. Ma polihedralny kapsyd o rozmiarach 120-350 nm. Infekuje różne gatunki owadów od komarów po pszczoły.

Sam w sobie zazwyczaj nie jest wielkim problemem, ale w połączeniu z mikrosporydium Nosema cerenae są podejrzewane o wywoływanie CCD (Colony Collapse Disorder), ponieważ wykrywano oba patogeny razem w dotkniętych nim gniazdach. Liczba przypadków zakażenia IIV-6 niekoniecznie koreluje z liczbą pszczół wykazujących opalizującą barwę charakterystyczną dla choroby.

Qirion IIV-6, model komputerowy, źródło: Protein Data Bank in Europe

Prowadzenie badań nad wirusami pszczół jest bardzo ważne w kontekście coraz częstszych przypadków wymierania całych uli a nawet pasiek. Pszczoły są ekologicznie jednymi z najważniejszych organizmów na Ziemi, ponieważ zapylają większość spożywanych przez człowieka i inne organizmy roślin. Gdyby nie one, zostalibyśmy jedynie z roślinami wiatropylnymi albo musielibyśmy zacząć hodować muchy i motyle. Jeśli będziemy w stanie leczyć pszczoły, być może nie będzie trzeba szukać alternatywy dla najlepszego zapylacza na świecie.


Źródła:

https://pasieka24.pl/index.php/pl-pl/pasieka-czasopismo-dla-pszczelarzy/171-pasieka-1-2019/1880-niebezpieczne-zmiany-w-biologii-varroa-destructor

Samuel D. Ramsey et al. “Varroa destructor feeds primarily on honey bee fat body tissue and not hemolymph” PNAS January 29, 2019 116 (5) 1792-1801, DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.1818371116

https://www.beeculture.com/a-closer-look-varroa-mite-reproduction/

https://entomologytoday.org/2020/02/07/varroa-mites-new-guide-outlines-integrated-pest-management-options/

Bailey, L.; Milne, R. G. (1 January 1969). "The multiplication regions and interaction of acute and chronic bee-paralysis viruses in adult honey bees". Journal of General Virology. 4 (1): 9–14. DOI: doi:10.1099/0022-1317-4-1-9

Bailey, L.; Ball, B. V.; Perry, J. N. (January 1983). "Honeybee Paralysis: Its Natural Spread and its Diminished Incidence in England and Wales". Journal of Apicultural Research. 22 (3): 191–195. DOI: doi:10.1080/00218839.1983.11100586. ISSN 0021-8839

Seitz, K., Buczolich, K., Dikunová, A. et al. “A molecular clone of Chronic Bee Paralysis Virus (CBPV) causes mortality in honey bee pupae (Apis mellifera)” Sci Rep 9, 16274 (2019). DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-019-52822-1

Spurny, Radovan; Přidal, Antonín; Pálková, Lenka; Kiem, Hoa Khanh Tran; de Miranda, Joachim R.; Plevka, Pavel (2017-02-28). "Virion Structure of Black Queen Cell Virus, a Common Honeybee Pathogen". Journal of Virology. 91 (6). DOI: doi:10.1128/JVI.02100-16. ISSN 0022-538X. PMC 5331821. PMID 28077635

Bonning, Bryony C. (2009-10-01). "The Dicistroviridae: An emerging family of invertebrate viruses". Virologica Sinica. 24 (5): 415–427. DOI: doi:10.1007/s12250-009-3044-1, ISSN 1674-0769

Shimanuki, Hachiro; Knox, David A. Diagnosis of Honey Bee Diseases USDA Archived 9 December 2006 at the Wayback Machine

Grabensteiner, Elvira; Ritter, Wolfgang; Carter, Michael J.; Davison, Sean; Pechhacker, Hermann; Kolodziejek, Jolanta; Boecking, Otto; Derakhshifar, Irmgard; Moosbeckhofer, Rudolf; Licek, Elisabeth; Nowotny, Norbert (2001). "Sacbrood Virus of the Honeybee (Apis mellifera): Rapid Identification and Phylogenetic Analysis Using Reverse Transcription-PCR". Clin Diagn Lab Immunol. 8 (1): 93–104. doi:10.1128/CDLI.8.1.93-104.2001. PMC 96016. PMID 11139201

Gunn, Alan; Bowen Walker PL; Martin SJ (1999). "The transmission of deformed wing virus between honeybees (Apis mellifera L.) by the ectoparasitic mite Varroa jacobsoni Oud". Journal of Invertebrate Pathology. 73 (1): 101–106. CiteSeerX 10.1.1.212.8099. doi:10.1006/jipa.1998.4807. PMID 9878295

https://www.uniprot.org/taxonomy/176652

Bromenshenk, Jerry J et al. “Iridovirus and microsporidian linked to honey bee colony decline.” PloS one vol. 5,10 e13181. 6 Oct. 2010, DOI: doi:10.1371/journal.pone.0013181